억제 후 시냅스 전위

Inhibitory postsynaptic potential

억제 후 시냅스 전위(IPSP)는 시냅스 후 뉴런이 작용 전위를 발생시킬 가능성을 낮게 만드는 시냅스 전위의 일종이다.[1] IPSP는 1950년대와 1960년대에 David P. C. Lloyd, John Ecles, Rodolfo Lliinás에 의해 모터네우론에서 처음 조사되었다.[2][3] 억제 후 시냅스 전위와 반대되는 것은 흥분 후 시냅스 전위(EPSP)로, 시냅스 후 뉴런이 작용 전위를 발생시킬 가능성이 더 높아지게 하는 시냅스 전위다. IPSP는 모든 화학 시냅스에서 일어날 수 있으며, 이 시냅스는 신경전달물질의 분비를 이용하여 세포 대 세포 신호 전달을 생성한다. 억제 전 시냅스 뉴런은 이후 시냅스 수용체와 결합되는 신경전달물질을 방출한다; 이것은 특정 이온에 대한 시냅스 후 신경막의 투과성 변화를 유도한다. 시냅스 후 막 전위를 변화시켜 음의 시냅스 후 전위를 만들어 내는 전류가 발생하는데, 즉 시냅스 후 막 전위는 휴식 중인 막 전위보다 음이 많아져 이를 초극화라고 한다. 작용 전위를 생성하기 위해 시냅스 후 막은 탈극화되어야 한다. 막 전위는 휴식 중인 막 전위보다 더 양적인 전압 임계값에 도달해야 한다. 따라서 시냅스 후 막의 초극화는 시냅스 후 뉴런에서 작용 전위를 발생시키기 위해 충분히 분극화가 일어날 가능성을 감소시킨다.

역 전위가 정지 임계값과 조치 전위 임계값 사이에 있는 경우 IPSP로 인해 탈극화가 발생할 수도 있다. 억제성 시냅스 후 전위를 살펴보는 또 다른 방법은 그것들이 추진력을 감소시키기 때문에 신경세포의 염화 전도성 변화라는 것이다.[4] 시냅스 구획으로 방출된 신경전달물질이 리간드된 염화물이온 채널에 결합해 열리게 함으로써 염화물이온에 대한 시냅스 후막의 투과성을 증가시키면 시냅스 구획에 더 농도가 높은 염화물이온이 시냅스 후 뉴런으로 확산되기 때문이다. 이것들은 음전하 이온이기 때문에, 극지방화 결과는 시냅스 후 뉴런에서 작용 전위가 발생할 가능성이 낮아진다. 마이크로 전극은 흥분성 시냅스 또는 억제성 시냅스에서 시냅스 후 전위를 측정하는 데 사용될 수 있다.

일반적으로, 시냅스 후 전위는 수용체 채널의 유형과 조합, 시냅스 후 전위의 역전위, 작용 전위 임계 전압, 이온 채널의 이온 투과성 및 세포 내외의 이온 농도에 따라 달라진다. 이것은 그것이 흥분성인지 억제성인지를 결정한다. IPSP는 항상 막 전위를 작용 전위 임계값보다 더 부정적으로 유지하기를 원하며, "투명적인 초극화"로 볼 수 있다.

[5] EPSP와 IPSP는 뉴런의 수많은 시냅스에서 서로 경쟁한다. 이것은 사전 시냅스 단자의 작용 전위가 시냅스 후 막에서 재생되는지 여부를 결정한다. IPSP와 관련된 일반적인 신경전달물질로는 GABA와 글리신이 있다.

억제 후 시냅스 전위가 신경전달물질 방출에서 총량까지 어떻게 작용하는지 설명하는 흐름도

구성 요소들

종류들

이 시스템[1] IPSP는 결과적으로 시냅스 후 전위의 진폭을 줄이기 위해 일시적으로 하위리스홀드 또는 초임리스홀드 EPSP로 요약될 수 있다. 등가 EPSP(양수)와 IPSP(음수)는 합계가 되면 서로를 취소할 수 있다. EPSP와 IPSP 사이의 균형은 억제 시냅스와 흥분 시냅스에 의해 생성된 전기 정보의 통합에 매우 중요하다.

EPSP, IPSP 및 EPSP와 IPSP의 합계를 표시하는 그래프. 두 가지를 합친 경우, 잠재력은 여전히 행동 전위 임계값보다 낮다.

요인들

뉴런의 크기는 또한 억제 후 시냅스 전위에도 영향을 미칠 수 있다. 시냅스 후 전위의 단순한 시간적 합성은 작은 뉴런에서 발생하는 반면, 큰 뉴런에서는 시냅스 수용체와 이온성 수용체 수가 더 많을 뿐만 아니라 시냅스에서 소마까지의 거리가 더 길면 뉴런들 간의 상호작용을 연장할 수 있다.

억제분자

GABA는 성인 포유류의 뇌와 망막에서 IPSP에 사용되는 매우 흔한 신경전달물질이다.[1][6] GABA 수용체는 다른 여러 서브유닛(Δ, Δ, β, γ)과 순응이 존재하지만, 가장 일반적으로 3개의 서브유닛(α, β, γ)으로 구성된 펜타머다. 개방된 채널은 (수용체의 종류에 따라) 염화물이나 칼륨 이온에 선택적으로 침투하여 이온들이 막을 통과할 수 있도록 한다. 만약 이온의 전기화학적 전위가 작용전위 문턱값보다 음수이면, GABA의 수용체 결합에 의해 발생하는 결과적 전도성 변화는 시냅스 후 전위를 임계값보다 더 부정적으로 유지하며 시냅스 후 뉴런이 작용전위를 완성할 확률을 감소시킨다.티알. 글리신 분자와 수용기는 척수, 뇌, 망막에서 같은 방식으로 많이 작용한다.

억제수용체

억제 수용체에는 두 가지 유형이 있다.

이온성 수용체

이온성 수용체(리간드 게이트 이온 채널이라고도 함)는 시냅스 후 전위를 억제하는 데 중요한 역할을 한다.[1] 신경전달물질은 세포외 부지에 결합해 이온이 시냅스 세포 내부의 막을 가로질러 흐를 수 있도록 하는 막간경간 영역으로 구성된 이온 채널을 연다. 이러한 유형의 수용기는 사전 시냅스 단자가 작용 전위를 수신한 후 몇 밀리초 이내에 매우 빠른 시냅스 후 작용을 생성한다. 이 채널들은 전체적으로 시냅스 후 전위의 진폭과 시간 코스에 영향을 미친다. 이온성 GABA 수용체는 바비투라테스(Phenobarbital, pentobarbital), 스테로이드, 피크로톡신 등 다양한 약물에 결합하는 데 사용된다. 벤조디아제핀(Valium)은 GABA 수용체의 α와 α 서브유닛에 결합해 GABAergic 신호를 개선한다. 알코올은 또한 이온성 GABA 수용체를 변조한다.

메타보틱 수용체

흔히 G단백 결합 수용체인 메타보틱스 수용체들은 그들의 구조에서 이온 채널을 사용하지 않고, 대신 신경전달물질에 결합하는 세포외 영역과 G단백에 결합하는 세포내 영역으로 구성되어 있다.[1] 이로써 G단백질의 활성화가 시작되는데, G단백질은 수용체로부터 방출되어 이온 통로 및 다른 단백질과 상호작용하여 세포내 메신저를 통해 이온 채널을 열거나 닫는다. 그들은 시냅스 후 반응이 느리고(밀리초에서 분까지) 이온성 수용체와 함께 활성화되어 하나의 특정 시냅스에서 빠르고 느린 시냅스 후 전위를 둘 다 만들 수 있다. R1과 R2 서브유닛의 이질측정기인 메타보틱 GABA 수용체는 염화물 대신 칼륨 채널을 사용한다. 그들은 또한 칼슘 이온 채널을 차단하여 시냅스 후 세포를 과극화할 수 있다.

의의

시냅스 후 억제 전위의 많은 적용이 현실 세계에 있다. 신경전달물질의 작용에 영향을 미치는 약물은 시냅스 후 뉴런에 있는 수용체 유형, G단백질, 이온 채널의 다른 조합을 통해 신경 및 심리적 장애를 치료할 수 있다.

예를 들어 오피오이드 수용체 매개 수용체 디센시화 및 뇌의 로쿠스 코울루스의 인신매매에 대한 연구가 이루어지고 있다. 장시간(15분 이상) 고농도 작용제를 적용하면 초극화가 절정에 달했다가 감소한다. 이것은 관용의 서곡이기 때문에 중요하다; 고통에 더 많은 오피오이드가 필요할수록 환자의 관용성은 더 크다. 이러한 연구는 우리가 고통을 다루는 방법과 고통을 치료하는 데 도움이 되는 다양한 물질에 대한 우리의 반응에 대해 더 많이 배울 수 있도록 도와주기 때문에 중요하다. 통증에 대한 우리의 내성을 연구함으로써, 우리는 통증 치료를 위한 더 효율적인 약을 개발할 수 있다.[7]

이와 함께 보상을 다루는 복측골격부 도파민 뉴런과 움직임과 동기부여에 관여하는 실체성 니그라 분야에서도 연구가 진행되고 있다. 세포의 흥분성 조절을 통해 도파민 뉴런에서 메타보틱 반응이 일어난다. 오피오이드는 GABA 방출을 억제한다; 이것은 억제량을 감소시키고 그들이 자발적으로 발사할 수 있게 한다. 모르핀과 오피오이드는 도파민 뉴런에서 억제하지 못하게 유도하기 때문에 억제 후 시냅스 전위와 관련이 있다.[7]

IPSP는 또한 학습된 행동을 추가적으로 연구하는데 사용되는 억제 전뇌 시냅스의 입력-출력 특성을 연구하는데 사용될 수 있다(예를 들어 워싱턴 대학의 조류에서 노래 학습에 대한 연구).[8] 단일 IPSP의 포아송 열차는 높은 빈도로 유도되어 별도의 흥분 입력 없이 등측측 탈라믹 핵의 내측 부분에서의 시냅스 후 스파이킹을 재현했다. 이것은 탈라믹 GABAergic 활성의 과잉을 보여준다. 이것은 상승 청각 경로에서 적절한 소리 위치설정을 위해 스파이킹 타이밍이 필요하기 때문에 중요하다. 송새는 등측 탈라믹 핵의 각 세포가 기저 강글리아로부터 최대 두 개의 액손 단자를 수신하여 큰 시냅스 후 전류를 생성하도록 GABAergic calyceal synaps와 칼시렉스 유사 시냅스를 사용한다.

억제 후 시냅스 전위는 또한 선조체에서 지각과 티그넘에 이르는 억제 출력을 통해 운동 기능이 어떻게 변조되는지를 보기 위해 양서류의 기저 조직들을 연구하는데도 사용된다.[9] 시각적으로 유도된 행동은 베일러 의과대학과 중국과학원에서 수행된 연구에서 양서류에서 발견되는 억제된 선조-계단 경로를 통해 조절될 수 있다. 양서류에서 기초적인 강글리아는 시각적, 청각적, 후각적, 망상적 입력을 받는 데 매우 중요하다; 원하지 않는 스트리토-보호-구조적 통로는 양서류들의 먹이를 잡는 행동에 중요하다. 성인 두꺼비의 입자극이 전기적으로 자극을 받았을 때 두꺼비의 시각계에 영향을 미치는 쌍안경 티그먼트 뉴런에서 억제 후 전위가 유도되었다.

연구

억제 후 시냅스 전위는 CA1 피라미드형 세포와 소뇌 푸르킨제 세포에서 "양극 유도 억제(DSI)"라는 신호 과정을 통해 스스로 억제될 수 있다.[10][11] 실험실 설정 단계 탈분극화에서 소마는 DSI를 만드는 데 사용되었지만, 덴드라이트의 시냅트 유도 탈분극화를 통해서도 달성할 수 있다. DSI는 CA1 피라미드 세포의 소마타 및 근위부 아피셜 덴드라이트의 이온성 수용체 칼슘 이온 채널 길항제들에 의해 차단될 수 있다. 덴드리트틱 억제 후 시냅스 전위는 직접 탈분극화를 통해 DSI에 의해 심각하게 감소할 수 있다.

이러한 선을 따라 억제 후 시냅스 전위는 후각 피질에 대한 후각 전구의 신호에 유용하다.[12] EPSP는 외부 투프트 셀의 지속적인 나트륨 이온 전도성에 의해 증폭된다. 저전압 활성 칼슘 이온 전도성은 EPSP를 훨씬 더 크게 개선한다. 초극화 활성화 비선택적 양이온 전도성은 EPSP 합계와 지속시간을 감소시키고 억제 입력을 시냅스 후 흥분으로 변화시킨다. IPSP는 도핑된 세포막이 탈분극화되고 IPSP가 억제될 때 그림으로 나타난다. 정지 임계값에서 IPSP는 동작 전위를 유도한다. GABA는 외부 tufted cells에서 IPSP의 작업 대부분을 담당한다.

억제 후 시냅스 전위에 대한 또 다른 흥미로운 연구는 전기생리학적 현상과 다양한 행동을 나타내기 위해 사용될 수 있는 뉴런 세타 리듬 진동을 살펴본다.[13][14] 세타 리듬은 해마에서 발견되며 GABAergic 시냅스 억제는 해마의 변형을 돕는다. 그것들은 IPSP에 의존하고 있으며, 무스카린 아세틸콜린 수용체에 의해 CA3에서 시작되었고 그룹 I 메타보틱 글루탐산염 수용체의 활성화에 의해 C1 내에서 시작되었다. 랫드 해마 슬라이스의 CA1 영역에서 메타보틱성 아세틸콜린 수용체에 의해 내부동맥류가 활성화되면 피라미드 세포에서 IPSP의 세타 패턴이 입력과 무관하게 발생한다. 이 연구는 또한 DSI를 연구하는데, DSI가 내포카나비노이드의 방출을 통해 메타보틱성 아세틸콜린 개시 리듬을 방해한다는 것을 보여준다. 엔도카나비노이드 의존적 메커니즘은 버스트 패턴이나 짧은 열차로 전달되는 행동 전위를 통해 세타 IPS를 교란시킬 수 있다. 또한 메타보틱스 글루탐산염 수용체의 활성화는 G단백질, 칼슘 이온 독립 경로를 통해 세타 IPSP 활동을 모두 제거한다.

억제성 후 시냅스 전위는 또한 청색증폭에 의해 푸르킨제 세포에서 연구되었다. 이 연구는 억제 후 시냅스 전위의 진폭과 시간 코스를 측정하여 덴드라이트를 따라 IPS의 전파와 이온성 수용체의 의존성에 초점을 맞췄다. 그 결과 복합 및 단일 억제 후 시냅스 전위는 모두 덴드리트 칼슘 이온 채널에 의해 증폭되는 것으로 나타났다. 체 IPSP의 폭은 소마와 시냅스 사이의 거리와 무관한 반면 상승 시간은 이 거리와 함께 증가한다. 이 IPSP들은 또한 피라미드 세포에서 세타 리듬을 조절한다. 한편, 억제 후 시냅스 전위는 이온성 GABA나 글리신 염화 이온 채널을 통한 세포내 염화물의 고농도 때문에 미성숙 포유류 척추 신경세포에서 탈극화되고 때로는 흥분된다.[15] 이러한 탈분극화는 전압에 의존하는 칼슘 채널을 활성화한다. 그들은 나중에 이 포유류가 성숙함에 따라 극지방화 된다. 구체적으로 말하면, 쥐에서 이러한 성숙은 뇌간 줄기 프로젝트가 요추 확대에 도달하는 임신기 동안 발생한다. 내림차 조절 입력은 탈극화에서 극극화 억제 후 전위로의 발달 전환에 필요하다. 이것은 쥐의 탄생 시 완전한 척수 횡단을 통해 연구되었고 태어난 지 첫 주 말에 요추 모토뉴론으로부터 IPS를 기록하였다.

흥분성 신경전달물질인 글루탐산염은 보통 시냅스 전달에서 흥분성 시냅스 후 전위와 연관된다. 그러나 오리건 보건과학대학의 볼룸 연구소에서 완료된 연구는 글루탐산물이 뉴런의 억제 후 시냅스 전위를 유도하는 데도 사용될 수 있다는 것을 보여준다.[16] 이 연구는 메타보틱성 글루탐산염 수용체가 도파민 뉴런에서 활성 G 단백질을 특징으로 하여 인산화인산화물 가수분해를 유도한다고 설명한다. 결과물은 칼슘 이온 채널을 통해 이노시톨 삼인산(IP3) 수용체에 결합한다. 칼슘은 저장소에서 나와 칼륨 전도성을 활성화시켜 도파민 세포에 순수한 억제를 일으킨다. 시냅트로 방출되는 글루탐산염의 수치의 변화는 이온성 수용체의 활성화를 통해 배설물을 생성하며, 이어 메타보틱성 글루탐산염 수용체의 억제가 이어진다.

참고 항목

참조

  1. ^ a b c d e 퍼브스 외 신경과학. 제4판 선덜랜드 (MA): 시나워 어소시에이트, 주식회사; 2008.
  2. ^ Coombs JS, Eccles JC, Fatt P (November 1955). "The specific ionic conductances and the ionic movements across the motoneuronal membrane that produce the inhibitory post-synaptic potential". The Journal of Physiology. 130 (2): 326–74. doi:10.1113/jphysiol.1955.sp005412. PMC 1363415. PMID 13278905.
  3. ^ Llinas R, Terzuolo CA (March 1965). "Mechanisms of Supraspinal Actions Upon Spinal Cord Activities. Reticular Inhibitory Mechanisms Upon Flexor Motoneurons". Journal of Neurophysiology. 28 (2): 413–22. doi:10.1152/jn.1965.28.2.413. PMID 14283063.
  4. ^ Thompson SM, Gähwiler BH (March 1989). "Activity-dependent disinhibition. I. Repetitive stimulation reduces IPSP driving force and conductance in the hippocampus in vitro". Journal of Neurophysiology. 61 (3): 501–11. doi:10.1152/jn.1989.61.3.501. PMID 2709096.
  5. ^ Levy M, Koeppen B, Stanton B (2005). Berne & Levy principles of physiology (4th ed.). Elsevier Mosby. ISBN 978-0-8089-2321-3.
  6. ^ Chavas J, Marty A (March 2003). "Coexistence of excitatory and inhibitory GABA synapses in the cerebellar interneuron network". The Journal of Neuroscience. 23 (6): 2019–31. doi:10.1523/JNEUROSCI.23-06-02019.2003. PMC 6742031. PMID 12657660.
  7. ^ a b 윌리엄스, JT, 오레곤 보건과학대학 볼룸 연구소, 사이라 아흐메드 인터뷰, 2008년 11월 11일
  8. ^ Person AL, Perkel DJ (April 2005). "Unitary IPSPs drive precise thalamic spiking in a circuit required for learning". Neuron. 46 (1): 129–40. doi:10.1016/j.neuron.2004.12.057. PMID 15820699.
  9. ^ Wu GY, Wang SR (December 2007). "Postsynaptic potentials and axonal projections of tegmental neurons responding to electrical stimulation of the toad striatum". Neuroscience Letters. 429 (2–3): 111–4. doi:10.1016/j.neulet.2007.09.071. PMC 2696233. PMID 17996369.
  10. ^ Morishita W, Alger BE (January 2001). "Direct depolarization and antidromic action potentials transiently suppress dendritic IPSPs in hippocampal CA1 pyramidal cells". Journal of Neurophysiology. 85 (1): 480–4. doi:10.1152/jn.2001.85.1.480. PMID 11152751. S2CID 17060042.
  11. ^ Solinas SM, Maex R, De Schutter E (March 2006). "Dendritic amplification of inhibitory postsynaptic potentials in a model Purkinje cell" (PDF). The European Journal of Neuroscience. 23 (5): 1207–18. doi:10.1111/j.1460-9568.2005.04564.x. PMID 16553783. S2CID 6139806.
  12. ^ Liu S, Shipley MT (October 2008). "Intrinsic conductances actively shape excitatory and inhibitory postsynaptic responses in olfactory bulb external tufted cells". The Journal of Neuroscience. 28 (41): 10311–22. doi:10.1523/JNEUROSCI.2608-08.2008. PMC 2570621. PMID 18842890.
  13. ^ Reich CG, Karson MA, Karnup SV, Jones LM, Alger BE (December 2005). "Regulation of IPSP theta rhythm by muscarinic receptors and endocannabinoids in hippocampus" (PDF). Journal of Neurophysiology. 94 (6): 4290–9. doi:10.1152/jn.00480.2005. PMID 16093334. S2CID 10333266. Archived from the original (PDF) on 2019-02-27.
  14. ^ Brenowitz SD, Regehr WG (2003). "Calcium dependence of retrograde inhibition by endocannabinoids at synapses onto Purkinje cells". Journal of Neuroscience. 23 (15): 6373–6384. doi:10.1523/JNEUROSCI.23-15-06373.2003. PMC 6740543. PMID 12867523.
  15. ^ Jean-Xavier C, Pflieger JF, Liabeuf S, Vinay L (November 2006). "Inhibitory postsynaptic potentials in lumbar motoneurons remain depolarizing after neonatal spinal cord transection in the rat". Journal of Neurophysiology. 96 (5): 2274–81. CiteSeerX 10.1.1.326.1283. doi:10.1152/jn.00328.2006. PMID 16807348.
  16. ^ Fiorillo CD, Williams JT (July 1998). "Glutamate mediates an inhibitory postsynaptic potential in dopamine neurons". Nature. 394 (6688): 78–82. Bibcode:1998Natur.394...78F. doi:10.1038/27919. PMID 9665131. S2CID 4352019.