겔 전기영동

Gel electrophoresis
겔 전기영동
Gel electrophoresis apparatus.JPG
겔 전기영동 장치 – 아가로스 겔을 버퍼가 채워진 상자에 넣고 전원 공급 장치를 통해 후면에 전류가 인가됩니다.음극 단자는 원단(검은색 와이어)에 있으므로 DNA는 양극(빨간색 와이어)으로 이동합니다.
분류전기영동
기타 기술
관련된모세관 전기영동
SDS 페이지
2차원 겔 전기영동
온도구배겔전기영동
위의 이미지는 작은 DNA 조각이 얼마나 빨리 아가로스를 통해 이동하는지 보여주지만, 큰 크기의 DNA 조각은 전기영동 중에 더 느리게 움직입니다.오른쪽 그래프는 DNA 조각의 크기와 이동 거리 사이의 비선형 관계를 보여줍니다.
겔 전기영동은 DNA 시료에 전류를 흘려 DNA 시료 간 비교에 사용할 수 있는 단편을 만드는 과정이다.
1) DNA를 추출한다.
2) DNA의 분리 및 증폭
3) 겔웰에 DNA를 첨가한다.
4) 겔에 인가되는 전류.
5) DNA 밴드를 크기별로 분리한다.
6) DNA 밴드가 착색되어 있다.

겔 전기영동은 고분자(DNA, RNA, 단백질)와 그 단편을 크기와 전하에 따라 분리 및 분석하는 방법이다.이는 임상 화학에서 하전 또는 크기로 단백질을 분리하는 데 사용되며(IEF 아가로스, 본질적으로 크기에 의존하지 않음), 생화학 분자생물학에서는 DNA와 RNA 조각의 혼합 집단을 길이로 분리하는 데 사용되며, DNA와 RNA 조각의 크기를 추정하거나 [1]전하에 의해 단백질을 분리하는 데 사용됩니다.

핵산 분자는 음전하를 띤 분자를 아가로스 또는 다른 물질의 매트릭스를 통해 이동시키기 위해 전계를 가함으로써 분리된다.짧은 분자는 긴 분자에 비해 더 빨리 움직이고 더 멀리 이동하는데, 이는 짧은 분자가 젤의 모공을 통해 더 쉽게 이동하기 때문입니다.이 현상은 [2]체질이라고 불린다.겔의 기공이 너무 작아서 단백질을 체에 거르기에는 단백질이 아가로스의 전하로 분리된다.겔 전기영동은 나노입자의 분리에 사용할 수도 있다.

겔 전기영동은 전류 중의 하전 입자의 이동인 전기영동 중에 겔을 항결막 매체 또는 체질 매체로 사용한다.겔은 전계인가에 의한 열대류를 억제하고 체질매체로 작용하여 분자의 통과를 늦출 수 있다.또, 겔은 단순히 전기영동 후 [3]착색제를 적용할 수 있도록 마무리된 분리를 유지하는 역할도 할 수 있다.DNA 겔 전기영동은 보통 분석 목적으로 수행되며, 종종 중합효소 연쇄반응(PCR)을 통한 DNA 증폭 후에 수행되지만 질량분석, RFLP, PCR, 클로닝, DNA 시퀀스 처리 또는 추가 특성화를 위한 Southern Bloting같은 다른 방법을 사용하기 전에 준비 기술로 사용될 수 있다.

물리 베이스

겔 전기영동의 개요.

전기영동은 크기에 따라 분자를 분류하는 과정이다.전기장을 이용하여, 분자 (DNA와 같은)는 아가로스 또는 폴리아크릴아미드로 만들어진 겔을 통해 움직일 수 있다.전기장은 분자를 겔을 통해 밀어내는 음전하와 겔을 통해 분자를 끌어당기는 다른 쪽 끝의 양전하로 구성됩니다.분류된 분자는 겔 재료의 웰에 분사됩니다.겔은 전기영동 챔버에 배치되어 전원에 연결됩니다.전기장이 가해지면, 큰 분자는 젤을 통해 더 천천히 움직이는 반면 작은 분자는 더 빨리 움직인다.서로 다른 크기의 분자들이 [4]겔에서 서로 다른 띠를 형성합니다.

이 경우 ""이라는 용어는 대상 분자를 포함하는 데 사용되는 매트릭스를 의미합니다.대부분의 경우, 겔은 분석 대상의 특정 중량 및 조성에 기초하여 조성 및 다공성을 선택하는 가교 폴리머이다.단백질 또는 작은 핵산(DNA, RNA 또는 올리고뉴클레오티드)을 분리할 때, 겔은 보통 다른 농도의 아크릴아미드와 가교제로 구성되며, 다양한 크기의 폴리아크릴아미드 망을 생성한다.보다 큰 핵산(수백 의 염기보다 큰 염기)을 분리할 때, 바람직한 매트릭스는 정제된 아가로스이다.두 경우 모두 겔은 고체이지만 다공질 매트릭스를 형성한다.아크릴아미드는 폴리아크릴아미드와는 대조적으로 신경독이며 중독을 방지하기 위해 적절한 안전 예방책을 사용하여 취급해야 합니다.아가로스는 가교 없이 하전되지 않은 탄수화물의 긴 분지 사슬로 구성되어 있으며, 고분자 및 고분자 [5]복합체를 분리할 수 있는 큰 모공을 가진 겔을 생성한다.

전기영동은 겔 매트릭스를 통해 분자를 이동시키는 데 사용되는 기전력(EMF)을 말합니다.분자를 겔의 웰에 놓고 전기장을 가함으로써, 분자는 모든 종의 전하 대 질량비(Z)가 균일할 때 주로 질량에 의해 결정되는 다양한 속도로 매트릭스를 통과할 것입니다.그러나 전하가 모두 균일하지 않은 경우 전기영동 절차에서 발생하는 전기장으로 인해 분자가 전하에 따라 다르게 이동하게 됩니다.양전하를 띠는 종은 음전하를 띠는 음극으로 이동하는 반면, 음전하를 띠는 종은 양전하를 띠는 양극으로 이동합니다.질량은 이러한 균일하지 않은 하전 분자가 매트릭스를 통해 각각의 [6]전극으로 이동하는 속도의 요소로 남습니다.

여러 검체가 겔의 인접 웰에 로드된 경우 개별 차선에서 병렬로 실행됩니다.각 차선은 서로 다른 분자의 수에 따라 성분과 원래 혼합물 사이의 분리를 성분당 하나의 밴드, 즉 하나 이상의 개별 밴드로 나타냅니다.구성요소의 불완전한 분리는 중복된 밴드 또는 여러 개의 [citation needed]미해결 구성요소를 나타내는 구별 불가능한 스미어로 이어질 수 있습니다.위에서 같은 거리에 있는 다른 차선의 띠는 같은 속도로 겔을 통과한 분자를 포함하고 있는데, 이는 보통 크기가 거의 같다는 것을 의미합니다.알려진 크기의 분자의 혼합물을 포함하는 분자량 크기 표시기가 있습니다.그러한 마커가 알려지지 않은 샘플과 평행한 겔의 한 차선에서 실행된 경우, 관찰된 밴드를 알려지지 않은 것과 비교하여 크기를 결정할 수 있다.밴드가 이동하는 거리는 분자 크기의 대수에 거의 반비례합니다(또는, 이동한 거리가 샘플의 [7]분자량 로그와 반비례하기 때문에 언급될 수 있습니다).

전기영동 기술에는 한계가 있다.겔에 전류가 흐르면 가열되기 때문에 전기영동 중에 겔이 녹을 수 있습니다.완충용액에서 전기영동을 하는 것은 전계에 의한 pH변화를 줄이기 위한 것으로 DNA와 RNA의 전하가 pH에 의존하기 때문에 중요하지만 너무 오래 작동하면 용액의 완충용량이 소진될 수 있다.SDS-PAGE에 의한 분자량 결정에도 한계가 있으며, 특히 알려지지 않은 단백질의 MW를 찾으려 할 때 그러하다.특정 생물학적 변수는 최소화하기가 어렵거나 불가능하며 전기영동 이동에 영향을 미칠 수 있습니다.이러한 요인에는 단백질 구조, 번역 후 변형 및 아미노산 구성이 포함됩니다.예를 들어 트로포미오신은 SDS-PAGE 겔 상에서 비정상적으로 이동하는 산성 단백질이다.이는 음전하된 SDS에 의해 산성 잔류물이 반발되어 질량 대 [8]전하비가 부정확해지고 이동하기 때문이다.또한 유전자 물질의 다른 제제는 형태학적 또는 다른 이유로 서로 일관되게 이행하지 않을 수 있다.

젤의 종류

가장 일반적으로 사용되는 젤의 종류는 아가로스와 폴리아크릴아미드 젤입니다.각 유형의 젤은 분석 물질의 다양한 유형과 크기에 적합합니다.폴리아크릴아미드겔은 보통 단백질에 사용되며 DNA의 작은 조각(5-500bp)에 대해 매우 높은 분해력을 가지고 있다.반면 아가로스겔은 DNA 분해능은 낮지만 분리범위가 넓어 보통 50~20,000bp 크기의 DNA 단편에 사용되지만 펄스장겔전기영동(PFGE)[9]으로 6Mb 이상의 분해능이 가능하다.폴리아크릴아미드겔은 수직배치로 실행되고 아가로스겔은 일반적으로 잠수함모드로 수평배치된다.또한 이들은 아가로스가 열적으로 굳어지면서 화학적 중합 반응에서 폴리아크릴아미드가 형성되기 때문에 주조 방법론도 다르다.

아가로스

Agarose 겔 전기영동 챔버에 겔 빗 삽입

아가로스겔은 해초에서 추출된 천연 다당류 폴리머로 만들어진다.아가로스겔은 화학적 변화가 아닌 물리적 변화이기 때문에 다른 매트릭스에 비해 쉽게 주조 및 취급할 수 있습니다.샘플도 쉽게 회수할 수 있습니다.실험이 끝나면, 생성된 젤을 비닐봉지에 넣어 냉장고에 보관할 수 있다.

아가로스겔은 모공 크기가 균일하지 않지만 200 [10]kDa 이상의 단백질 전기영동에 최적이다.아가로스겔 전기영동은 또한 50개의 염기쌍에서 수 메가베이스(수백만 개의 염기)[citation needed]에 이르는 DNA 조각의 분리에 사용될 수 있으며, 그 중 가장 큰 것은 전문 장치가 필요하다.길이가 다른 DNA 밴드 간의 거리는 겔의 아가로스 백분율에 의해 영향을 받으며, 높은 비율은 더 긴 실행 시간, 때로는 며칠이 필요합니다.대신 높은 비율의 아가로스겔은 펄스 전계 전기영동(PFE) 또는 전계 반전 전기영동으로 실행해야 합니다.

"대부분의 아가로스 겔은 0.7%(큰 5~10kb DNA 조각의 분리 또는 분해능)와 2%(작은 0.2~1kb 조각의 분해능) 사이의 아가로스가 전기영동 버퍼에 용해되어 있습니다.극소 조각 분리에는 3%까지 사용할 수 있지만, 이 경우 수직 폴리아크릴아미드 겔이 더 적합합니다.백분율이 낮은 젤은 매우 약하기 때문에 들어 올리려고 하면 깨질 수 있습니다.높은 백분율의 젤은 종종 부서지기 쉽고 균일하게 설정되지 않습니다.1% 겔은 많은 애플리케이션에서 [11]공통적입니다."

폴리아크릴아미드

폴리아크릴아미드겔 전기영동(PAGE)은 폴리아크릴아미드겔이 제공하는 균일한 모공경 때문에 5~2000kDa 크기의 단백질을 분리하기 위해 사용된다.겔 생성에 사용되는 아크릴아미드 및 비스 아크릴아미드 분말의 농도를 조절하여 세공 크기를 제어한다.아크릴아미드는 액체와 분말 형태의 강력한 신경독이기 때문에 이러한 유형의 젤을 만들 때 주의해야 합니다.

Maxam-Gilbert 또는 Sanger 방법과 같은 전통적인 DNA 배열 기술은 폴리아크릴아미드 겔을 사용하여 염기쌍의 길이가 다른 단일 DNA 조각을 분리하여 염기서열을 읽을 수 있도록 했다.현재 대부분의 현대 DNA 분리 방법은 특히 작은 DNA 조각을 제외하고 아가로스겔을 사용한다.그것은 현재 면역학 및 단백질 분석 분야에서 가장 많이 사용되며, 종종 동일한 단백질의 다른 단백질 또는 동질 형태를 별도의 밴드로 분리하는 데 사용됩니다.이들은 니트로셀룰로오스 또는 PVDF 막에 전달되어 항체 및 웨스턴 블롯과 같은 해당 마커로 프로빙될 수 있습니다.

일반적으로 분해능 젤은 6%, 8%, 10%, 12% 또는 15%로 제조됩니다.분해 젤 위에 적층 젤(5%)을 붓고 젤 빗(웰을 형성하며 단백질, 샘플 버퍼 및 래더를 배치할 레인을 정의함)을 삽입합니다.선택한 백분율은 표본에서 확인하거나 탐침하려는 단백질의 크기에 따라 달라집니다.기존의 무게가 작을수록 사용해야 하는 비율이 높아집니다.겔의 완충 시스템의 변화는 매우 작은 [12]크기의 단백질을 더욱 분해하는 데 도움을 줄 수 있다.

탄수화물

부분적으로 가수분해된 감자 전분은 단백질 전기영동을 위한 또 다른 무독성 매체를 만든다.젤은 아크릴아미드나 아가로스보다 약간 더 불투명합니다.비변성 단백질은 전하와 크기에 따라 분리할 수 있다.Napthal Black 또는 Amido Black 염색을 사용하여 시각화합니다.일반적인 녹말 겔 농도는 5% ~ 10%[13][14][15]입니다.

겔 상태

변성

AMC(구강 아목시실린-클라불란산) 치료 전후에 두 명의 건강한 지원자(A 및 B)로부터 분변 샘플의 비피더스균 다양성을 나타내는 TTGE 프로파일

변성겔은 분석물질의 자연구조를 교란시켜 선형사슬 형태로 전개하는 조건에서 동작한다.따라서 각 고분자의 이동성은 그 선형 길이와 전하 질량비에 의해서만 좌우된다.따라서 생체분자 구조의 2차, 3차, 4차 수준이 파괴되어 1차 구조만 분석된다.

핵산은 종종 완충제에 요소를 포함시킴으로써 변성되는 반면, 단백질은 보통 SDS-PAGE 과정의 일부인 도데실 황산나트륨을 사용하여 변성된다.단백질의 완전한 변성을 위해서는 3차4차 구조를 안정화시키는 공유가 디술피드 결합을 감소시키는 것이 필요하며, 이를 환원 PAGE라고 한다.환원 조건은 보통 베타 메르캅토에탄올 또는 디티오트레이톨을 첨가함으로써 유지된다.단백질 샘플의 일반적인 분석에서 PAGE 감소는 단백질 전기영동의 가장 일반적인 형태입니다.

변성 조건은 RNA의 분자량을 적절하게 추정하기 위해 필요하다. RNA는 DNA보다 더 많은 분자 내 상호작용을 형성할 수 있으며, 이는 전기영동 이동성의 변화를 초래할 수 있다.요소, DMSO글리옥살은 RNA 구조를 교란하기 위해 가장 자주 사용되는 변성제이다.원래 RNA 전기영동 [16]변성에는 독성이 강한 수산화메틸수은이 많이 사용되었지만 일부 [17]검체에서는 선택 방법이 될 수 있습니다.

변성겔전기영동은 DNA 및 RNA 밴딩 패턴 기반의 방법인 온도구배겔전기영동(TGGE)[18] 및 변성구배겔전기영동(DGGE)[19]에 사용된다.

네이티브

원어민 겔은 변성되지 않는 조건에서 실행되므로 분석 물질의 자연 구조가 유지됩니다.이를 통해 접히거나 조립된 복합체의 물리적 크기가 이동성에 영향을 미치므로 생체 분자 구조의 네 가지 수준을 모두 분석할 수 있습니다.생물학적 샘플의 경우 세제는 세포지질막을 용해하는 데 필요한 범위 내에서만 사용됩니다.콤플렉스는 대부분의 경우 셀에서와 같이 관련지어 접혀 있습니다.그러나 한 가지 단점은 분자의 모양과 크기가 이동성에 어떻게 영향을 미칠지 예측하기 어렵기 때문에 복합체가 깨끗하게 또는 예측 가능하게 분리되지 않을 수 있다는 것이다.이 문제의 대처와 해결은 양적 네이티브 페이지의 주요 목표입니다.

변성 방법과는 달리 네이티브 겔 전기영동은 대전된 변성제를 사용하지 않습니다.따라서 분리되는 분자(일반적으로 단백질 또는 핵산)는 분자량과 내적 전하뿐만 아니라 단면적도 다르며, 따라서 전체 구조의 모양에 따라 다른 전기영동력을 경험한다.단백질의 경우, 자연 상태로 유지되기 때문에 일반 단백질 염색 시약뿐만 아니라 특정 효소 연결 염색에 의해서도 시각화할 수 있다.

네이티브 겔 전기영동 적용의 구체적인 실험 예는 단백질 정제 중 샘플에 효소가 존재하는지 확인하기 위한 효소 활성을 확인하는 것이다.예를 들어 단백질 알칼리성 포스파타아제는 트리스 버퍼에 4-클로로-2-2메틸벤젠디아조늄염과 3-포스포-2-나프토산-2'-4'-디메틸아니린을 혼합한 염색액이다.이 얼룩은 젤 염색 키트로 시판되고 있습니다.단백질이 존재할 경우 반응 메커니즘은 알칼리성 포스파타아제에 의해 3-포스포-2-나프토산-2'-4'-디메틸 아닐린이 탈인산화되면서 시작된다(반응에는 물이 필요하다).인산기가 방출되고 물에서 알코올기로 대체됩니다.친전자 4-클로로-2-2 메틸벤젠디아조늄(Fast Red TR 디아조늄 소금)이 최종 생성물인 레드 아조 염료를 형성하는 알코올기를 치환한다.이름에서 알 수 있듯이, 이것은 반응의 최종 적색 가시 생성물입니다.학부에서의 단백질 정제 실험에서는 결과를 시각화하고 정제 [21]성공 여부를 결론짓기 위해 보통 시판되는 정제 샘플 옆에 겔을 실행한다.

네이티브 겔 전기영동은 일반적으로 프로테오믹스와 메탈로믹스에 사용된다.단, 단일 가닥 형태 다형에서와 같이 알 수 없는 돌연변이에 대한 유전자(DNA) 스캔에도 네이티브 PAGE가 사용된다.

버퍼

겔 전기영동의 버퍼는 전류를 흘리는 이온을 제공하고 pH를 비교적 일정한 값으로 유지하기 위해 사용된다.이 완충기에는 이온이 풍부하게 들어 있어 전기를 통과시키는 데 필요합니다.증류수나 벤젠 같은 것은 이온을 거의 포함하고 있지 않기 때문에 전기영동에 [22]사용하기에 적합하지 않습니다.전기영동에 사용되는 버퍼는 여러 가지가 있습니다.가장 일반적인 것은 핵산 Tris/Acetate/EDTA(TAE), Tris/Borate/EDTA(TBE)이다.Pubmed 인용문(LB), Isolectric Histidine, pK 매칭 제품 버퍼 등에 기초한 거의 사용되지 않는 다른 버퍼가 제안되어 왔다. 대부분의 경우 근거는 전류(열량이 적음) 매칭 이온 이동성이 낮기 때문에 버퍼 수명이 길어진다.붕산염은 문제가 있다; 붕산염은 RNA에서 발견되는 것과 같은 시스 디올과 중합하거나 상호작용할 수 있다. TAE는 완충 능력이 가장 낮지만 더 큰 DNA에 대한 최고의 분해능을 제공한다.즉, 전압은 낮아지고 시간은 길어지지만 더 좋은 제품입니다.LB는 비교적 새로운 제품으로 5kbp 이상의 단편 분해에는 효과적이지 않습니다. 그러나 전도율이 낮기 때문에 훨씬 높은 전압(최대 35V/cm)을 사용할 수 있으므로 일상적인 전기영동에 대한 분석 시간이 단축됩니다.염기쌍 크기 차이는 3% Agarose 겔에서 매우 낮은 전도성 매체(1 mM 리튬 붕산염)[23]로 해결할 수 있다.

대부분의 SDS-PAGE 단백질 분리는 겔 내 밴드의 선명도를 크게 향상시키는 "연속적"(또는 DISC) 버퍼 시스템을 사용하여 수행됩니다.불연속 겔계 전기영동 중에, 이온 구배는 전기영동 초기에 형성되어 모든 단백질이 이소타코영동이라고 불리는 과정에서 하나의 날카로운 띠에 집중하게 한다.단백질의 크기에 의한 분리는 겔의 "분해" 하위 영역에서 달성됩니다.분해겔은 전형적으로 훨씬 작은 모공 크기를 가지며, 이것은 이제 단백질의 전기영동성을 결정하는 체 효과를 이끈다.

시각화

전기영동이 완료되면 겔 내의 분자를 착색하여 눈에 띄게 할 수 있습니다.DNA는 브롬화 에티듐을 사용하여 시각화할 수 있으며, 브롬화 에티듐은 DNA에 인터컬레이션될 때 자외선 아래에서 형광을 발생시키는 반면 단백질은 은색 염색제 또는 쿠마시에 선명한 파란색 염료를 사용하여 시각화할 수 있다.겔에서 혼합물 성분이 분리되는 것을 시각화하기 위해 다른 방법을 사용할 수도 있습니다.예를 들어 DNA 염기서열결정겔 중 분리되는 분자가 방사능을 포함할 경우 겔의 오토라디오그램을 기록할 수 있다.사진은 젤을 촬영할 수 있으며, 종종 문서 시스템을 사용합니다.

다운스트림 처리

분리 후에는 Isolectric Focusing 또는 SDS-PAGE와 같은 추가 분리 방법을 사용할 수 있다.그런 다음 겔을 물리적으로 절단하고 각 부분에서 추출한 단백질 복합체를 따로따로 분리한다.각 추출물은 펩타이드 매스 지문 채취 또는 인겔 소화 후 데노보펩타이드 배열 처리를 통해 분석할 수 있다.이것은 복합체 내 단백질의 정체성에 대한 많은 정보를 제공할 수 있다.

적용들

겔 전기영동은 법의학, 분자생물학, 유전학, 미생물학생화학사용된다.결과는 겔을 자외선과 겔 영상 장치로 시각화하여 정량적으로 분석할 수 있습니다.영상은 컴퓨터 작동 카메라로 기록되며, 밴드 또는 관심 지점의 강도를 측정하고 동일한 젤에 로드된 표준 또는 마커와 비교합니다.측정과 분석은 대부분 특수 소프트웨어로 이루어집니다.

수행되는 분석의 유형에 따라 겔 전기영동 결과와 함께 다른 기법이 종종 구현되어 광범위한 필드 고유 애플리케이션을 제공합니다.

핵산

DNA 사다리와 비교한 PCR 제품의 아가로스겔.

핵산의 경우, 음전극에서 양전극으로 이동하는 방향은 당-인산 [24]골격에 의해 운반되는 자연적으로 발생하는 음전하 때문이다.

이중 가닥 DNA 조각은 자연적으로 긴 막대처럼 작용하므로, 겔을 통한 이동은 크기 또는 순환 조각의 경우 회전 반경에 비례합니다.그러나 플라스미드와 같은 원형 DNA는 여러 개의 띠를 나타낼 수 있으며 이동 속도는 완화 또는 슈퍼 코일 여부에 따라 달라질 수 있습니다.단가닥 DNA 또는 RNA는 복잡한 형태의 분자로 접혀지고 그들의 3차 구조에 기초하여 복잡한 방식으로 겔을 통해 이동하는 경향이 있다.따라서 수산화나트륨이나 포름아미드같이 수소 결합을 교란시키는 약물은 핵산을 변성시키고 [25]다시 긴 막대처럼 행동하게 하는 데 사용된다.

DNA나 RNA의 겔 전기영동은 보통 아가로스 겔 전기영동에 의해 이루어진다.폴리아크릴아미드 DNA 배열 겔의 예는 "Chain termination method" 페이지를 참조하십시오.이동성 이동 친화성 전기영동에 의해 핵산 또는 단편의 배위자 상호작용을 통한 특성화를 할 수 있다.

RNA 검체의 전기영동은 게놈 DNA 오염 및 RNA 열화를 확인하는 데 사용될 수 있습니다.진핵 생물로부터의 RNA는 28s와 18s rRNA의 뚜렷한 띠를 나타내며, 28s 대역은 18s 대역보다 약 두 배 더 강합니다.저하된 RNA는 선명하게 정의된 밴드가 적고, 겉모습이 얼룩져 있으며, 강도 비율이 2:1 미만입니다.

단백질

SDS-PAGE 자동 방사선 촬영 – 표시된 단백질은 두 검체에 서로 다른 농도로 존재합니다.

단백질은 핵산과 달리 다양한 전하와 복잡한 형태를 가질 수 있으므로, 유사한 속도로 폴리아크릴아미드 겔로 이동하지 않거나 샘플에 음에서 양의 EMF를 배치할 때 모두 이동할 수 없습니다.따라서 단백질은 보통 [3]음전하를 띤 단백질을 코팅하는 도데실 황산나트륨(SDS)과 같은 세제의 존재 하에서 변성된다.일반적으로 SDS 결합의 양은 단백질의 크기(일반적으로 단백질 1그램 당 1.4g SDS)에 비례하므로, 결과적으로 생성된 변성 단백질은 음전하를 가지며, 모든 단백질은 전하 대 질량비가 유사하다.변성 단백질이 복잡한 3차 형태를 갖는 대신 긴 막대처럼 작용하기 때문에, 결과 SDS 코팅 단백질이 겔 내에서 이동하는 속도는 전하나 [3]모양이 아닌 크기에만 비례합니다.

단백질은 보통 도데실황산나트륨폴리아크릴아미드겔전기영동(SDS-PAGE), 네이티브겔전기영동, 준비겔전기영동(QPNC-PAGE), 또는 2-D전기영동에 의해 분석됩니다.

리간드 상호작용에 의한 특성화는 결합상수 추정 및 렉틴 결합에 의한 글리칸 등의 구조특징의 결정과 관련하여 전기블롯팅 또는 아가로스 내 어피니티 전기영동 또는 모세관 전기영동에 의해 수행될 수 있다.

나노 입자

겔 전기영동의 새로운 응용은 나노입자의 크기, 형태 또는 표면화학에 관한 금속 또는 금속산화물 나노입자(예를 들어 Au, Ag, ZnO, SiO2)를 분리하거나 특징짓는 것이다.범위는 보다 균질한 샘플(예: 더 좁은 입자 크기 분포)을 얻는 것으로, 이후 제품/공정(예: 자체 조립 공정)에서 사용할 수 있습니다.겔 내 나노 입자의 분리에 있어 메쉬 크기 정도의 입자 크기가 핵심 파라미터이며, 이를 통해 두 가지 이동 메커니즘이 식별되었다. 즉, 입자 크기 << 메쉬 크기인 무제한 메커니즘과 입자 크기가 [26]메쉬 크기와 유사한 제한 메커니즘이다.

역사

  • 1930년대 – 젤 전기영동을 위한 수크로스 사용에 대한 최초 보고
  • 1955 – 녹말 젤 도입, 일반 분리(스미스)[14]
  • 1959 – 아크릴아미드겔 도입, 디스크 전기영동(혼스타인 및 데이비스), 모공 크기 및 안정성 등의 파라미터의 정확한 제어 및 (레이몬드 및 웨인트로브)
  • 1966 – 한천겔 최초[27] 사용
  • 1969 – 변성제, 특히 단백질 서브유닛의 SDS 분리(Weber 및 Osborn)[28] 도입
  • 1970 – Laemmli는 스태킹 겔과 SDS를 사용하여 T4 파지의 28개 성분을 분리했습니다.
  • 1972년 – 브롬화[29] 에티듐 염색 아가로스겔
  • 1975 – 2차원 겔(O'Farrell), 등전초점 후 SDS 겔 전기영동
  • 1977 – 시퀀싱
  • 1983 – 펄스 필드 겔 전기영동으로 큰 DNA 분자의 분리가 가능
  • 1983 – 모세관 전기영동 도입
  • 2004년 – 아크릴아미드겔의 표준화중합 시간 도입으로 토종 단백질(Kastenholz)[30]의 깨끗하고 예측 가능한 분리가 가능

밀란 비에르에 의해 1959년에 출판된 전기영동에 관한 책에는 1800년대의 [31]언급들이 인용되어 있다.하지만 올리버 스미스는 상당한 기여를 했다.Bier씨는 다음과 같이 말합니다.「스미시스의 수법은, 독자적인 분리 능력 때문에, 폭넓은 응용 분야를 찾고 있습니다.」맥락에서 볼 때, Bier는 Smithies의 방법이 개선되었다는 것을 분명히 암시한다.

「 」를 참조해 주세요.

레퍼런스

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